W toksyny sinicowe są metabolity syntetyzowane sinice .
Ze względu na budowę chemiczną można je podzielić na trzy klasy: 1) cykliczne peptydy , 2) alkaloidy i 3) lipopolisacharydy .
Można je również rozróżnić ze względu na ich mechanizmy toksyczności : a) toksyny wątrobowe , b) toksyny neurotoksynowe ic) toksyny skórne .
Ogólna budowa molekularna mikrocystyn
Ogólna budowa molekularna nodularyn
Ogólna budowa molekularna toksoidów
Ogólna budowa molekularna saksytoksyn
Ogólna struktura molekularna cylindrospermopsyn (nie jest to neurotoksyna, ale raczej cytotoksyna)
Ogólna struktura molekularna endotoksyny E. coli O111: B4 (Hep) L-glicerol-D-manno-heptoza; (Gal) galaktoza; (Glc) glukoza; Kwas (KDO) 2-keto-3-deoksyoktonowy; (NGa) N-acetylo-galaktozamina; (NGc) N-acetyloglukozamina.
Struktura molekularna aplizytoksyny
Struktura molekularna debromoapliatoksyny
Struktura molekularna Lyngbiatoxin
Budowa molekularna kwasu domoikowego
Budowa molekularna kwasu okadaikowego
Dermatotoksyny są znane tylko w słonym środowisku morskim , podczas gdy LPS są składnikami ściany komórkowej wszystkich cyjanobakterii.
Kontakt z cyjanotoksynami może być spowodowany kilkoma drogami narażenia. Głównymi drogami są spożycie zanieczyszczonej wody i pierwotny kontakt z tą samą wodą. Wdychanie toksyn w postaci aerozolu i spożycie organizmu, który dokonał bioakumulacji toksyny, to dwa inne prawdopodobne źródła narażenia.
Badania toksykologiczne wykazały ostre, chroniczne, rakotwórcze i teratogenne działanie różnych cyjanotoksyn na kilka organizmów (głównie myszy) i według kilku dróg narażenia.
Poniższa tabela pokazuje, ld 50 wartości u myszy, otrzymane przez iniekcję dootrzewnową.
| Cyjanotoksyna | LD 50 (ug / kg) |
|---|---|
| Microcystin-LR | 50 |
| Microcystin-LA | 50 |
| Microcystin-YR | 70 |
| Microcystin-RR | 600 |
| (D-Asp3) mikrocystyna-LR | Od 50 do 300 |
| (D-Asp3) mikrocystyna-RR | 250 |
| (Dha7) mikrocystyna-LR | 250 |
| (6Z-Adda) mikrocystyna-LR | > 1200 |
| Nodularin | 50 |
| Cylindrospermopsin (czysta) | 2000 |
| Anatoksyna-a i homoanatoksyna-a | 200 do 250 |
| Anatoksyna-a (S) | 20 |
| Saksytoksyna | 10 |
Dla porównania, ostra toksyczność przez zgłębnik u myszy wynosi od 5 do 10 mg / kg masy ciała w przypadku mikrocystyny-LR, nodularyn, cylindrospermopsyn i anatoksyny-a. Saksytoksyna (STX) zazwyczaj wykazuje niższe wartości, około 260 µg / kg u myszy.
Poniższa tabela przedstawia wartości toksyczności podprzewlekłej u myszy, dla których NOAEL jest „poziomem, przy którym nie obserwuje się szkodliwych skutków”.
| Cyjanotoksyna | NOAEL (ug / kg dzień) |
|---|---|
| Microcystin-LR | 40 (mysz, zgłębnik, 13 tygodni) |
| Cylindrospermopsin | 30 (mysz, zgłębnik, 11 tygodni) |
| toksoid-a | 98 (mysz, zgłębnik, 28 dni) |
Testy toksyczności dla tej samej cyjanotoksyny są trudne do spojrzenia z perspektywy, ponieważ nie wszystkie są przeprowadzane w tych samych warunkach (metody kontaktowe, badane organizmy, czyste ekstrakty w porównaniu z ekstraktami z alg). W tym drugim przypadku mogą wystąpić efekty synergistyczne i / lub antagonistyczne między badanym organizmem a wszystkimi metabolitami pochodzenia algowego, w przeciwieństwie do samej obecności cyjanotoksyn. Dlatego musimy zachować ostrożność przy interpretacji wyników.
Normy wynikające z badań toksykologicznych mają zastosowanie do wody pitnej oraz do czynności związanych z kontaktem z wodą. W zależności od przypadku rozróżniają stężenia progowe według rodzaju cyjanotoksyn lub cyjanobakterii, powyżej których należy podjąć środki ostrożności i / lub działania w celu naprawienia sytuacji. Wartości zastosowane do cyjanotoksyn uwzględniają „ cyjanotoksyny ogółem ”, tj. Te, które są w postaci wolnej (rozpuszczone w wodzie) oraz te, które znajdują się wewnątrz komórek. Są wyrażone w µg / l. Poniższa tabela przedstawia aktualnie obowiązujące standardy oraz te oferowane w różnych krajach.
| Cyjanotoksyna | Kraj / organizacja | Wartości (ug / L) |
|---|---|---|
| Mikrocystyny | Francja | 1.0 |
| Mikrocystyny | Kanada | 1.5 |
| Mikrocystyny | WHO | 1.0 |
| Mikrocystyny | Brazylia | 1.0 |
| Mikrocystyny | Australia | 1,3 * |
| Mikrocystyny | Nowa Zelandia | 1,0 i 0,1 ** |
| Nodularins # | Nowa Zelandia | 1.0 |
| Anatoksyna-a # | Nowa Zelandia | 3.0 |
| Anatoksyna-a (S) # | Nowa Zelandia | 1.0 |
| Cylindrospermopsin # | Australia | 1.0 |
| Cylindrospermopsin # | Nowa Zelandia | 3.0 |
| Saksytoksyny # | Brazylia | 3.0 |
| Saksytoksyny # | Australia | 3,0 **% |
| Saksytoksyny # | Nowa Zelandia | 1.0 |
# Proponowane lub zalecane wartości
* Wartość uwzględniająca toksyczność wszystkich mikrocystyn
** Wartość uwzględniająca efekt promocji guza
*** Wartość w µg równoważnika STX / l
Wartości użyte dla maksymalnego tolerowanego stężenia cyjanobakterii są wyrażone w komórkach / ml. Obecne normy dotyczące maksymalnego dopuszczalnego stężenia w wodzie pitnej i zanieczyszczonej wodzie używanej do celów rekreacyjnych, z którymi występuje pierwotny kontakt, wynoszą odpowiednio 2000 komórek / ml i 20000 komórek / ml . Ponieważ komórka zawiera średnio 0,2 pigograma toksyn, wartość 2000 komórek / ml odpowiada 0,4 µg / l całkowitej toksyny, a wartość 20 000 komórek / ml odpowiada 4 µg / l całkowitej toksyny. Te wartości (komórki / ml) są średnimi i są ważne tylko wtedy, gdy wszystkie sinice w objętości wody wytwarzają cyjanotoksynę.
Metody analityczne można podzielić na metody przesiewowe, które są na ogół bardzo czułe, ale niezbyt selektywne, oraz metody potwierdzające, które są bardzo selektywne i wykazują znaczną czułość.
Wśród metod przesiewowych znajdują się testy biologiczne na różnych organizmach, immunologiczna metoda ELISA (Enzyme linked immunosorbent assay) oraz różne metody enzymatyczne wykorzystujące biochemiczne właściwości cyjanotoksyn.
Metody potwierdzające to głównie warianty wysokosprawnej chromatografii cieczowej w połączeniu z różnymi metodami detekcji, z których najbardziej efektywną jest spektrometria mas , która sama w sobie prezentuje wiele typów analizatorów.
Główną przeszkodą w metodach analitycznych jest przygotowanie próbki. Rzeczywiście, z wyjątkiem testów biologicznych, w których preparat wymaga jedynie lizy komórek w celu wyekstrahowania toksyn wewnątrzkomórkowych, często konieczne jest pozbycie się kilku substancji, które mogą powodować zakłócenia i / lub wstępnie koncentrować cząsteczki będące przedmiotem zainteresowania.
Lyza i ekstrakcjaCyjanotoksyny rozpuszczają się w płynnej matrycy lub są uwięzione w komórkach. Jeśli nie jest to konieczne, przydatne jest oddzielenie próbek zgodnie z matrycą zawierającą toksyny. Przez filtrację i wirowanie można oddzielić frakcje stałe, to znaczy komórki sinic , od wodnej matrycy stanowiącej frakcję ciekłą.
Stosowane są różne techniki lizy frakcji stałej, takie jak zamrażanie-rozmrażanie, liofilizacja i sonikacja (zwana także ultradźwiękami). Inne protokoły wykorzystują jednoczesną procedurę lizy / ekstrakcji, taką jak na przykład ekstrakcja we wrzącym rozpuszczalniku i użycie kuchenki mikrofalowej , która umożliwia przeprowadzenie ekstrakcji typu Soxhleta . Wykorzystuje się również ekstrakcję cieczą pod ciśnieniem w wysokiej temperaturze.
Żaden rozpuszczalnik nie jest uniwersalny do ekstrakcji wszystkich cyjanotoksyn, ponieważ ich struktury molekularne mają zmienny charakter hydrofobowy lub polarny. Ponadto pH roztworu ekstrakcyjnego jest parametrem, który jest obecnie mało zrozumiały, ale który bardzo prawdopodobnie wpływa na rozpuszczalność związków, biorąc pod uwagę grupy jonizowalne obecne w większości przypadków.
Poniższa tabela przedstawia rozpuszczalniki najczęściej używane do ekstrakcji głównych klas cyjanotoksyn. Z wyjątkiem mikrocystyn, inne rozpuszczalniki nie zostały sprawdzone i są przedmiotem propozycji. Warunki ekstrakcji mikrocystyn przypuszczalnie dotyczą nodularyn, które są strukturalnymi analogami mikrocystyn.
| Cyjanotoksyna | Rozpuszczalnik |
|---|---|
| Mikrocystyny | Woda: metanol (od 50 do 75%) |
| Toxoidy | Woda lekko zakwaszona lub woda: metanol |
| Cylindrospermopsins | 25% metanol lub 5% roztwór kwasu octowego (pH = 3) |
| Saksytoksyny | Woda: metanol ** |
Jednym z problemów nieodłącznie związanych z ekstrakcją jest koekstrakcja zakłócająca, generująca próbkę, która szybko się komplikuje. Ponadto frakcje ciekłe, na ogół wodne, mają bardzo niskie stężenie rozpuszczonych cyjanotoksyn. Dlatego konieczne jest oczyszczenie cząsteczek będących przedmiotem zainteresowania przed ich oznaczeniem ilościowym lub ich zatężeniem, aby przekroczyć granice kwantyfikacji aparatu analitycznego.
Oba te cele można osiągnąć poprzez ekstrakcję do fazy stałej, która jest najczęściej stosowaną metodą. W tej technice roztwór przepuszcza się przez wkład wypełniony cząstkami, a nasze interesujące anality, które zostały zaadsorbowane na fazie stałej, są eluowane odpowiednim rozpuszczalnikiem. Najbardziej powszechną fazą stałą jest faza szczepiona C 18, która skutecznie zatrzymuje mikrocystyny i nodulariny. Jednak ta faza stała nie jest zbyt selektywna dla innych cyjanotoksyn, które są bardziej polarne. Niedawno badanie wykazało zdolności retencyjne wkładów wykorzystujących czarny węgiel w postaci grafitu . Ta faza stała działa głównie jako faza szczepiona C18 , ale gdy jest stosowana w określonych warunkach, może działać jako kationowy wymieniacz jonowy .
Inna metoda chromatograficzna oczyszczania i wstępnego zatężania mikrocystyn wykorzystuje zasady immunopowinowactwa. Zastosowanie przeciwciał Przeciwciała poliklonalne lub monoklonalne dodane do stałego nośnika mogą być selektywnie zatrzymywane przez cząsteczki będące przedmiotem zainteresowania i eluowane później.
Testy na zwierzętach od dawna są metodą wykrywania toksyczności zakwitów. Oczywiście metody te są słabe pod względem selektywności i czułości. Testy te są obecnie używane tylko do zrozumienia mechanizmu działania toksyn i próby określenia standardów dla maksymalnych tolerowanych dawek dziennych.
Metody biochemiczneWykrywanie mikrocystyn i nodularyn można przeprowadzić na podstawie ich aktywności biochemicznej, która jest związana z ich mechanizmem toksyczności. Te cząsteczki są inhibitorami białek typu fosfatazy (PP1 lub PP2A), które przeprowadzają defosforylację wewnątrzkomórkowych fosfoprotein. Obejmuje to pomiar aktywności określonej ilości fosfatazy, jako funkcji różnych stężeń mikrocystyn / nodularyn, przy ustalonej ilości substratu. Początkowo stosowanym substratem był radioizotop 32P, ale opracowano warianty wykorzystujące substrat wykrywalny za pomocą spektrofotometrii , aby przezwyciężyć problemy związane ze stosowaniem materiału radioaktywnego.
Podobny test stosuje się do wykrywania anatoxin-a (S) poprzez jej aktywność wobec enzymu acetylo- cholinoesterazy . Ten test nie jest wyłączny dla tej toksyny, ponieważ pestycydy fosforoorganiczne wykazują taką samą siłę hamowania. Wreszcie saksytoksyny można wykryć na podstawie ich aktywności biologicznej, gdzie działają jako bloker kanału sodowego w błonie komórkowej . Test przeprowadza się poprzez inkubację tych neurotoksyn z komórkami nowotworowymi podobnymi do neuroblastów, które wykazują genetyczną ekspresję kanałów sodowych oraz dwa czynniki, które promują otwieranie i proces powrotu sodu z organizmu do komórki. Maksymalizuje to aktywność tych kanałów i poprawia czułość testu. Po okresie inkubacji, przeżywalność komórek mierzy się metodą kolorymetryczną jako funkcję stężenia saksytoksyn.
Metody immunologiczneSą to metody typu ELISA i opierają się na zasadzie rozpoznawania przez przeciwciała motywów strukturalnych obecnych na określonej cząsteczce . Technika ta jest techniką bezpośredniego współzawodnictwa, w której istnieje konkurencja o miejsce aktywne przeciwciała między mikrocystyną sprzężoną z enzymem ( peroksydazą lub fosfatazą alkaliczną) a mikrocystyną zawartą w próbce do analizy; technika jest pośrednia, gdy znakowanie jest na przeciwciele. Po czasie inkubacji dodaje się substrat i spektrofotometrycznie ocenia stężenie enzymu mikrocystyny związanego z przeciwciałami . Silne zabarwienie wskazuje na małą ilość wolnych mikrocystyn w próbce, a sytuacja odwrotna wskazuje na wysokie stężenie mikrocystyn.
Metody te to wyłącznie techniki chromatograficzne połączone z szeregiem analizatorów, takich jak wykrywanie promieniowania UV-widzialnego, emisja fluorescencji i rejestracja widma absorpcyjnego za pomocą matryc diodowych (PDA), a także różne analizatory stosowane w spektrometrii mas (MS). Techniki chromatograficzne obejmują warianty wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC), chromatografii gazowej (GC) i elektroforezy kapilarnej (CE). Różnice w MS można przypisać technikom jonizacji stosowanych analitów i detektorów. Techniki jonizacji to elektrorozpylanie (ESI), bombardowanie szybkimi atomami (FAB) i wspomagana matrycą laserowa jonizacja-desorpcja (MALDI), podczas gdy potrójny kwadrupol (QqQ) oraz czas przelotu (TOF) są wykorzystywane jako analizatory.
Metody HPLC z odwróconą fazą wykorzystują hydrofobową fazę stacjonarną C 18, która zatrzymuje w malejącej kolejności mikrocystyny i nodulariny, toksoidy, cylindrospermopsyny i saksytoksyny. Te ostatnie są zatrzymywane w niewielkim stopniu lub nie, i często dodaje się środek do tworzenia par jonowych w celu zwiększenia ich retencji. Saksytoksyny lepiej oddziela się w HPLC w fazie normalnej z fazą stacjonarną składającą się z dwutlenku krzemu i wolnej grupy amidowej .
Metody wykrywania oparte na promieniowaniu wymagają obecności grup chromoforowych w cząsteczkach. W niektórych przypadkach konieczne jest przeprowadzenie derywacji przed lub po kolumnie w celu dodania grupy chromoforowej do analitu, tak jest w przypadku saksytoksyn, które są wykrywane przez fluorescencję .
Metody MS wykorzystują głównie ESI jako metodę jonizacji , a detekcję przeprowadza się za pomocą potrójnego kwadrupolu, który jest metodą tandemowej spektrometrii mas (MS / MS). Potrójny kwadrupol umożliwia różne tryby akwizycji widm w zależności od pożądanego wzoru fragmentacji. Znajdziemy „monitorowanie wielu reakcji” (MRM), „tryb jonów prekursorowych” i „monitorowanie wybranych jonów” (SIM). Ten zestaw metod umożliwia uzyskanie selektywności niezbędnej do wykrycia analogów strukturalnych różnych klas cyjanotoksyn dzięki wzorowi fragmentacji.
Inna metoda analizy wykorzystuje produkt degradacji mikrocystyn i nodularyn powstały w wyniku utleniania. Ten produkt jest analizowany metodą GC / MS lub HPLC i wykrywany metodą fluorescencji po przeprowadzeniu derywatyzacji pokolumnowej. Metoda ta została opracowana ze względu na fakt, że w matrycach zwierzęcych hepatotoksyny są kowalencyjnie związane z fosfatazami i wykrywane są tylko te wolne. Dlatego procedura utleniania nadmanganianem potasu i metanadjodanem sodu uwalnia kwas karboksylowy MMPB ( kwas 2-metylo-3-metoksy-4-fenylomasłowy) z aminokwasu ADDA.
Metody CE wykorzystują ruchliwość naładowanej cząsteczki poddanej działaniu pola elektrycznego . Ponieważ cyjanotoksyny występują w postaci anionowej lub kationowej w zależności od pH matrycy wodnej, możliwe jest ich rozdzielenie przez EC i wykrycie za pomocą UV-Vis lub MS. Ciekawa odmiana polega na dodaniu środka powierzchniowo czynnego do wodnej matrycy, który działa jak faza pseudostacjonarna. Separacja wynika z różnic w solubilizacji cząsteczek w micelach środka powierzchniowo czynnego i ruchliwości elektroforetycznej.
Spektrometria MALDI-TOF jest w pełnym rozwoju, ponieważ nie wymaga wcześniejszego rozdzielania mieszaniny za pomocą HPLC. Dodatkowo metoda ta pozwala na zastosowanie bardzo małej masy próbki i podobnie jak w przypadku potrójnego kwadrupolu możliwe jest wykonanie skanowania jonów produktu (PSD po rozpadzie źródła), co umożliwia wykrycie interesujących nas fragmentów. Jednak ta metoda powoduje znaczne szumy tła w zależności od zastosowanej matrycy.
Poniższa tabela przedstawia granice wykrywalności dla kilku metod analitycznych.
| metoda | Cyjanotoksyny | Granica wykrywalności |
|---|---|---|
| testy biologiczne (myszy) | Wszystko | 1 - 200 µg |
| HPLC-UV | Pojedyncze mikrocystyny | 0,02 µg / l |
| HPLC-PDA | Pojedyncze mikrocystyny | 0,02 µg / l |
| HPLC-MS | Pojedyncze mikrocystyny | 0,01 µg / l |
| Fluorescencja HPLC | Pojedyncze saksytoksyny | 34 µg / l |
| GC-SM | Anatoxin-a | 1 µg / l |
| HPLC-MS / MS | Cylindrospermopsin | 0,2 µg / l |
| HPLC-MS / MS | Anatoxin-a | 1 µg / l |
| Hamowanie fosfatazy (radioizotopy) | Mikrocystyny ogółem i nodulariny | 0,02 µg / l |
| Hamowanie fosfatazy (kolorymetria) | Mikrocystyny ogółem i nodulariny | 0,1 µg / l |
| MMPB (GC-SM) | Mikrocystyny ogółem i nodulariny | 10 µg / g wątroby rybiej |
| ELISA | Mikrocystyny ogółem i nodulariny | 0,05 µg / l |
| ELISA | Anatoxin-a | 0,1 µg / l |
| ELISA | Cylindrospermopsin | 0,04 µg / l |
| ELISA | Saksytoksyna | 0,015 µg / l |
Testy biologiczne na zwierzętach mają tę zaletę, że wykrywają wszystkie cyjanotoksyny, ale wykazują bardzo małą selektywność w stosunku do klas cyjanobakterii , a jeszcze mniej w różnicowaniu wariantów strukturalnych w ramach tej samej klasy. Ponadto obecność wyników fałszywie dodatnich nie jest nieistotna, a powtarzalność wyników jest niska. Mimo to testy te mają możliwość wykrycia wszystkich cyjanotoksyn, w tym nieznanych cyjanotoksyn, które można następnie przebadać metodami potwierdzającymi w celu określenia ich struktury.
Metody chromatograficzne wykazują największą selektywność i najlepszą ocenę ilościową różnych wariantów cyjanotoksyn. Wykrywanie promieniowania jest mniej wydajne pod względem kwantyfikacji, biorąc pod uwagę niższą czułość i selektywność w porównaniu z MS. W zakres procedur SM wchodzi również określenie dokładnej struktury nowych toksyn. Brak certyfikowanych standardów jest obecnie główną wadą wszystkich tych technik, co oznacza, że nie wszystkie cyjanotoksyny są wykrywane. Ponadto próbki wymagają wcześniejszego przygotowania, co pochłania czas i generuje stosunkowo długi czas odpowiedzi.
Metody immunologiczne i biochemiczne są atrakcyjne, biorąc pod uwagę szybkość reakcji i możliwość wykrycia wszystkich wariantów badanej cyjanotoksyny. Jednak z konieczności prowadzi to do braku informacji na temat wariantów strukturalnych, aw przypadku testu ELISA istnieje ryzyko reaktywności krzyżowej, co utrudnia odniesienie stężenia wykrytych mikrocystyn do rzeczywistej toksyczności próbki. Ogólnie rzecz biorąc, zastosowane metody zależą od celu do osiągnięcia i kosztów związanych z analizami. Zatem metody immunologiczne i biochemiczne wykazują czułość porównywalną z metodami potwierdzającymi, przy niższych kosztach i są metodami z wyboru do rutynowych analiz. Ponadto kwalifikacje personelu technicznego są mniej wymagające niż w przypadku metod potwierdzania. Są one używane głównie do badań i rozwoju.
Metody potwierdzające dają możliwość ustalenia metod analizy wielotoksynowej, które po optymalizacji warunków analitycznych pozwalają na zminimalizowanie analiz i tym samym na uznanie ich za metody rutynowe.
Badanie zjawisk, takich jak bioakumulacja i jej wpływ na spożycie zakażonych organizmów, wymaga protokołu ekstrakcji cyjanotoksyn zintegrowanych w złożonych matrycach. Protokół znany jako „dyspersja macierzy w fazie stałej” wykorzystuje właściwości adsorpcyjne substancji, takich jak krzemionka , tlenek glinu i piasek . W ten sposób matrycę miesza się z adsorbentem w moździerzu, a otrzymaną próbkę umieszcza się w małej kolumnie chromatograficznej, a anality są selektywnie eluowane.
Metody przygotowania próbek są żmudne, zwłaszcza ekstrakcja do fazy stałej, która może zająć nawet jeden dzień. Aby zoptymalizować czas odpowiedzi analitów, można przeprowadzić modyfikację aparatu chromatograficznego, tak aby automatycznie przeprowadzała oczyszczanie i wstępne zatężanie. Aby to zrobić, konieczne jest podłączenie kolumny obciążeniowej do kolumny analitycznej za pomocą systemu zaworów. Następnie płynną próbkę eluuje się na kolumnie ładującej za pomocą pomp niezależnych od układu chromatograficznego, a anality są w niej selektywnie adsorbowane, a eluent i zanieczyszczenia są odrzucane. Następnie przełączamy zawory tak, aby kolumna zasilająca znajdowała się za kolumną analityczną i używamy pomp systemu chromatograficznego do wymywania naszych analitów wewnątrz kolumny analitycznej. Umożliwia to drastyczne skrócenie całkowitego czasu analizy, tj. Mniej niż godzinę na próbkę. Procedura ta jest z powodzeniem stosowana do ilościowego oznaczania środków przeciwinfekcyjnych w ściekach i można sobie wyobrazić, że może ona bardzo dobrze działać w przypadku cyjanotoksyn.
Nowa metoda jonizacji analitów mogłaby drastycznie skrócić czas analizy, czyli desorpcję termiczną indukowaną przez diodę laserową sprzężoną z jonizacją chemiczną pod ciśnieniem atmosferycznym .
Próbkę rozpuszcza się w rozpuszczalniku, który następnie umieszcza się na 96-dołkowej płytce testowej. Rozpuszczalnik jest suszony, a stała próbka przechodzi do fazy gazowej pod wpływem bombardowania laserowego. Następnie obojętne anality gazowe są jonizowane chemicznie pod ciśnieniem atmosferycznym. W ten sposób powstają jony molekularne w czasie krótszym niż trzy sekundy, które są następnie analizowane metodą spektrometrii mas, przez całkowity czas krótszy niż dziesięć sekund. Zaletą tej metody, oprócz zbyt krótkiego czasu analizy, jest możliwość zaprogramowania ramp narastania temperatury, a także czasu utrzymania tej temperatury tak, aby selektywnie przepuszczać analit do fazy gazowej. Eliminuje to potrzebę rozdziału chromatograficznego przed analizą spektrometrii mas. Ponadto nie stosuje się matrycy ani rozpuszczalnika, co zmniejsza obecność szumów tła. Technologia ta została z powodzeniem zastosowana w badaniach nad hamowaniem cytochromu P450. Dlatego analiza cyjanotoksyn tą metodą byłaby możliwa pod warunkiem, że anality ulatniają się przed degradacją pod wpływem ciepła.