Spongilla lacustris

Spongilla lacustris Opis tego obrazu, również skomentowany poniżej Spongilla lacustris (zdjęcie w Hanford Reach, USA). Klasyfikacja według ASW
Królować Animalia
Gałąź Porifera
Klasa Demospongiae
Zamówienie Spongillida
Zamówienie podrzędne Spongillina
Rodzina Spongillidae
Uprzejmy Spongilla

Gatunki

Spongilla lacustris
Linnaeus , 1759

Spongilla lacustris to spongilla , jeden z około 120 gatunków słodkowodnych gąbek ( gąbek ).

Jest to organizm kolonialny, którego pierwszym etapem jest koalescencja pojedynczych komórek. Zgnieciona gąbka może również przekształcić nową gąbkę, o innym kształcie, ale doskonale funkcjonalną.

Według pomiarów przeprowadzonych w laboratorium przez Brauera (1975), dzięki swoim kurczliwym wakuolom (VC), znajdującym się w środku gąbki, które napełniają się i opróżniają wodą w ciągu 5 do 30 minut (zmieniając ich średnicę od 1 do 13). µm), gatunek ten co godzinę filtruje około 70 razy więcej wody niż jego objętość.

Stosunkowo wszechobecny pod względem temperatury i twardości wody (ale obecny tylko z pewnej głębokości, bo nie sprzyja wysychaniu ani bliskości powierzchni), jest najpowszechniejszym z gąbek słodkowodnych na półkuli północnej (m.in. w Azji, aż do Indii ).

W zależności od wieku i ze względu na słabo poznane czynniki, ten organizm kolonialny występuje w bardzo zróżnicowanych formach (małe, mniej lub bardziej nieregularne kulki, blaszki i znacznie rzadziej w złożonych formach drzewiastych lub palczastych; osobniki drzewiaste i duże są jeszcze rzadsze, niemniej jednak sporadycznie obserwowane w sprzyjających warunkach.

Długo mylony z prymitywną rośliną , jest w rzeczywistości wielokomórkowym, prymitywnym i prostym zwierzęciem filtrującym (z grupy Metazoan ), żywiącym się głównie materią organiczną lub bakteriami i mikroplanktonem w zawiesinie.

Szkielet jest giętki i miękki.

Stan zagrożenia lub rzadkości

Według Europejskiej Agencji Środowiska z powodu niewystarczających danych nie można było ocenić zagrożenia ani statusu rzadkości tego gatunku, a gatunek ten nie jest wymieniony w żadnym europejskim akcie prawnym.

W niektórych środowiskach jest rzadki lub nieobecny, aw innych obfity (1,7  g suchej masy na metr kwadratowy mierzony w październiku (szczyt biomasy) w kwaśnej kałuży torfowca ) w centralnej części New Hampshire w Stanach Zjednoczonych, badani przez Frost i in. ).

Opis

Linneusz opisał tę gąbkę w 1759 roku jako „repens, fragilis, Ramis teretibus obtusis” (to znaczy: pełzająca, krucha, z cylindrycznymi gałęziami wykazującymi zgrubienia na końcach ). może tworzyć łaty lub warstwy „inkrustacji” na ogólnie cienkim dywanie (od jednego do kilku milimetrów). Czasami tworzy kulki lub guzki lub grupy guzków, a nawet wytwarza bardziej złożone formy kolonialne (znacznie rzadsze), „digitate” lub „arborescent”.

Umaszczenie: W półmroku lub przymocowane do spodniej strony gałęzi lub obiektów pływających, są na ogół białawe, szaro-białe lub żółtawe do jasnobrązowego (ich kolor jest spowodowany symbiotycznymi lub oportunistycznymi bakteriami lub glonami, które żyją). W całości czarne lub na dużej głębokości mają zwykle kolor biały do ​​kremowo-białego. Zwykle w kolorze białawym do żółtawego lub jasnobrązowego, niektóre okazy tego gatunku mogą również, przy dostatecznej ilości światła słonecznego i utrzymywać się wystarczająco długo, aby utworzyć symbiotyczny związek z chlorellą ( mikroskopijnymi zielonymi algami ( zoochlorela ). Cała gąbka nabiera wtedy zielonego zabarwienia. (od ciemnozielonego do prawie fluorescencyjnego zielonego, w zależności od gatunku zoochlorelli, który ją kolonizuje). Te zielone gąbki wytwarzają liczne bąbelki na słońcu lub w świetle. Bąbelki te pozostają przyklejone do gąbki przez długi czas, aż osiągną średnicę. odkleić się i unieść na powierzchnię. Zdolność produkcyjna tlenu gąbki jest bezpośrednio związana z zawartością chlorofilu w gąbce i otrzymywanym przez nią światłem. otworzyć na tyle nad wodą, aby w wodzie było dużo światła, ponieważ tkanki gąbka utrudnia przepływ fotonów do komórek glonów symbiontów. Anois w 1994 roku stwierdził na podstawie swoich eksperymentów, że biomasa glonów nie może zastąpić przefiltrowanych cząstek, aby zaspokoić wszystkie potrzeby gąbki związane z jej wzrostem.

Kształt: Podobnie jak większość innych gąbek słodkowodnych, ten gatunek może:

Są bardziej masywne, gdy prąd jest słaby lub nieobecny (jeziora), a cieńsze i mniejsze, gdy prąd jest silny;

Rozmiar i grubość: często jest centymetryczna. Płaskie, inkrustowane gąbki mogą tworzyć plamy o wielkości kilkudziesięciu centymetrów. Digitalizowane lub drzewiaste gąbki mogą zajmować duże obszary w niektórych jeziorach lub kanałach, w których woda nie jest bardzo zanieczyszczona. „Palce” lub gałęzie tych osób mogą mieć kilka cali grubości i mieć ponad osiem  cali długości.

Ten sam gatunek może przybierać wszystkie te kształty i różne kolory (symbioza glonów), dlatego ich identyfikacji może dokonać tylko specjalista, który będzie obserwował wewnętrzną organizację, „szkielet” (kształt i ułożenie drzazg) oraz gemmule. (gemmule, które mogą jednak wykazywać pewien polimorfizm).

Pod mikroskopem szkielet składa się z 3 do 5 równoległych twardówek .

Skojarzenie symbiotyczne

Od dawna intryguje biologów. Podobnie jak wszystkie gąbki, S. lacustris współewoluowała z symbiontami drobnoustrojów, które również powinny być brane pod uwagę w różnorodności genetycznej gatunku. Mikroskopijnymi glonów symbiozy nie systematycznego ani ustalona genetycznie (ze względu chlorellae , ekstrahowane z zielonej gąbki, mogą być hodowane i dodano do gąbki pozbawionych alg, te ostatnie są szybko stały (po różnych czasach inkubacji) w ich mezenchymy cells.It Uważa że zoochlorellae ułatwiają odżywianie ich gąbczastego żywiciela, ale wzajemne korzyści obojga partnerów nie są jeszcze jasno zmierzone ani zrozumiane (wiemy przynajmniej, że w laboratorium przez 9 kolejnych godzin świecenia glony wytwarzają więcej tlenu niż kompleksu gąbka-alga).

Glony można obserwować za pomocą mikroskopii elektronowej lub in vivo za pomocą mikroskopii, mikroskopii z kontrastem fazowym . W laboratorium, kilka minut po dodaniu tych chlorelli do wody, można je znaleźć w komorach choanocytarnych, gdzie są transportowane przez ciała komórek, które je otaczają, nie powodując ich lizy. Wykazano również, że we wchłanianiu biorą udział pinakocyty. Następnie, jeśli symbioza przebiega pomyślnie, glony rozmnażają się w gąbce i są przenoszone przez komórki dawcy do komórek nie wyposażonych; Wydaje się, że chlorellae nie są uwalniane z wakuoli gospodarza, dopóki nie są tam szeroko obecne. Sześć godzin po dodaniu w laboratorium wszystkie komórki w gąbce zawierały glony z wyjątkiem granulocytów, mikroskleroblastów i pinakocytów z obwodowego obszaru granicznego i pinakodermy. Chlorelle łatwo dzielą się wewnątrz komórek gąbki.

Białe i zielone warianty porównywano w latach 1976-1979 dwóch biologów wykorzystaniem próbek S. lacustris z wody powolny w stanie Massachusetts , a następnie badano je w laboratorium. Oba rodzaje gąbek (biała lub zielona) wytwarzały w tym samym czasie podobną ilość plemników (przez około 6 tygodni w 1976 roku od połowy maja, ale na 30 białych i 30 zielonych gąbek zawierało ją dwadzieścia białych w porównaniu do zaledwie dziesięciu. W obu przypadkach produkcja plemników była ograniczona głównie do pierwszych milimetrów (3,18  mm ) znajdujących się u podstawy gąbki, przy porównywalnej gęstości pakietów nasienia w obu przypadkach. Spośród 180 białych i zielonych gąbek zbadanych w 1976 r. tylko cztery nie zaobserwowano jaj, zarodków ani larw. Białe gąbki zlepiały się tydzień lub dwa przed zielonymi i produkowały mniej gemmulesów, które były jednak większe. Jednolite niż gąbki zielone, wykluły się białe i zielone gemmule synchronicznie na wiosnę Wydaje się, że nie jest jasne, czy gąbki są wrażliwe na substancje zaburzające gospodarkę hormonalną, a jeśli tak, to na które.

Siedlisko i zasięg

Niektórzy autorzy uważają tę gąbkę za charakterystyczną dla czystej wody, ale czasami można ją również znaleźć w bardzo mętnej wodzie . Czasami uważa się, że potrzebuje twardego podłoża, ale S. lacustris może się bez niego obejść w środowiskach, w których występuje niewielka lub żadna sedymentacja zimą (np. W stawie torfowym badanym przez Frosta (1982) większość populacji tej gąbki rosła. w „pionowych odgałęzieniach” z dna stawu lub przyczepione do wodnych makrofitów).

Badanie, w którym porównano populacje różnych gatunków Renu, wykazało, że S. lacustris występuje w środowisku tylko w porze gorącej, podczas gdy jego kuzyn S fluviatilis występuje również w porze zimowej i że przeżywa okresowo na obszarach.

Gatunek ten jest najbardziej rozpowszechnionym z gąbek słodkowodnych; nazywa się go eurybionte , co oznacza, że ​​nadaje się do prawie wszystkich rodzajów wody słodkiej, niezależnie od prądu i temperatury wody (o ile jest wystarczająca ilość biodostępnej krzemionki i wystarczająca ilość cząstek składników odżywczych w zawiesinie).

Często występuje w jeziorach (stąd jego łacińska nazwa ), ale czasami także w rzekach lub niektórych kanałach.
Występowałby częściej w wodzie głębokiej, ale występowałby do kilkudziesięciu cm poniżej powierzchni wody powolnej lub zamkniętej. Czasami występuje na obszarach, w których nie ma światła (rury, syfony, rurociągi lub podziemne rzeki niosące wodę bogatą w zawiesinę itp.).

Biologia, ekologia

Ta gąbka jest zbudowana bez prawdziwych narządów i bez symetrii lub z góry określonego planu oraz bez komórek nerwowych i czuciowych.

Z pewnymi wyjątkami (na przykład w stawach torfowcowych) Dorosłe organizmy nie mogą rosnąć bez podłoża na mułu lub bardzo drobnym osadzie ; wymagają stabilnego podłoża (kamień, twardy materiał, drewno, łodygi roślin, zanurzona gałąź, twardy sztuczny materiał).

W pewnych środowiskach lub kontekstach gąbki mogą być narażone na „  osadowy śnieg  ”, który następnie ma tendencję do przykrywania ich dywanem cząstek i drobnoustrojów zwanym „  peryfitonem  ”; wykazano, że ten peryfiton jest znacznie mniej obecny na powierzchni gąbek (w tym u S. lacustris ). Gąbki są w stanie pozbyć się całości lub części peryfitonu.

Reprodukcja

Gatunek ten rozmnaża się zarówno płciowo (za pośrednictwem ruchomych larw planktonu ), jak i bezpłciowo (przez gemmule i / lub przez podział i regenerację złamanej lub przeciętej części). Jego wzrost, metabolizm i rozmnażanie charakteryzują się bardzo wyraźnym cyklem rocznym i sezonowym. S. lacustris rozmnaża się płciowo mniej niż S. fluviatilis

Simpson i wsp. (1973) wykazali, że oogeneza , spermatogeneza , produkcja larw lub rozmnażanie bezpłciowe przez „gemmulację” (w szczególności wyklucie gemmuli i ich wzrost) zachodzą w określonych porach roku, jednak z indywidualnymi różnicami (np. grube osobniki wytwarzają gemmule w październiku, podczas gdy mniejsze osobniki robią to w lipcu). Skojarzenie z glonem symbiotycznym może być faworyzowane lub niekorzystne w zależności od daty gemmulacji.

W eksperymencie laboratoryjnym Gilbert i wsp. Pobrali bliźniacze gałęzie (krótkie, 0,3  cm i dłuższe (1,5 do 2,5  cm ) z gąbki S. lacustris, którą trzymali w zimnie, a następnie ponownie wszczepili do pierwotnego stawu, ale w trzech różnych terminach (opóźnienie około jednego, dwóch i trzech miesięcy po normalnej dacie wylęgu gemmulów).

Istnieje pionowe przenoszenie symbiontów: gemmule S. lacustris często zawierają już jeden lub więcej gatunków glonów symbiontów, które będą korzystne dla rozwoju gąbki potomnej, dostarczając jej cukry i rodzimy tlen bezpośrednio w środowisku wewnętrznym.

Komórki w zmiażdżonej gąbce mogą się połączyć i zreorganizować w nowy organizm kolonialny. Dwa klony tej samej gąbki mogą się połączyć.

Według Simpsona i innych (1973) ta gąbka jest zawsze dwupienna . Niektórzy autorzy szacują, że organizm w roku jest samcem, a rok później samicą.

Podobnie jak w przypadku innych gatunków w pobliżu regionów o klimacie umiarkowanym, gemmule mogą wykluć się tylko wtedy, gdy temperatura wody jest niska (od 4 do 5  ° C ) i istnieje inny czynnik niż podwyższenie temperatury w celu stymulowania wylęgu. Klaster archeocyt i agregatów bardzo młodych osób (po stadium larwalnym) zostało zaobserwowane w mezenchymy z S. lacustris ; ich funkcje nie są jeszcze zrozumiane.

Jajko

W dobrze rozwiniętych okazach S. lacustris oocyty pojawiają się (przez odróżnienie od archeocytów) w czerwcu-lipcu.

W pierwszej fazie wzrostu osiągają wielkość 50  µm  ; każdy oocyt jest następnie otoczony pojedynczą warstwą nabłonka pęcherzykowego, który zostanie zachowany do momentu pojawienia się larwy planktonowej.

W drugiej fazie oocyty rosną (przez fagocytozę trofocytów ) do 220  µm, podczas gdy struktura jaja staje się bardziej złożona (wyraźna warstwa wokół materiału centralnego i małe granulki otaczające jądro. Niektóre blastomery są dwujądrowe. Zarodek jest początkowo zbudowane z jednorodnych komórek o dużej zawartości żółtego koloru, na obrzeżach raczej lekko spłaszczone niż kuliste Na tym etapie rozwoju pojawiają się pierwsze skleroblasty .

Następnie tworzy się wnęka („jama larwalna”), wyłożona pinakocytami. Jama ta rośnie i zajmuje około połowy objętości larwy w momencie pojawienia się, przyjmując kształt półkulisty. Komórki na obwodzie larwy tworzą walcowaty, jednowarstwowy, wielowarstwowy nabłonek rzęskowy z jądrem w kształcie łzy.

Larwa wyłania się, przechodząc przez pęcherzyk , a następnie musi przebić ścianę przewodu wydechowego, aby została wydalona do środowiska wodnego. W tym momencie larwa wykształciła kilka komór wiciowców, które mogą być już włączone do szorstkiego przewodu i systemu wydechowego. Skleroblasty, które były już zauważalne, zaczęły już tworzyć izolowane drzazgi, które mogą mieszać się i tworzyć kompleksy kolczasto-gąbczaste.

Dynamika populacji

Według Frosta (1982) na tym samym niezakłóconym miejscu globalna biomasa jest chroniona globalnie z roku na rok, z maksimum w październiku (w centralnym New Hampshire) dzięki szybkiemu wzrostowi wiosną i latem (10  mg z klejnotowanej gąbki może od wiosny do jesieni produkować 18 gramów gąbki.

Zimą gąbki z klejnotami, nawet te, które są przyczepione do makrofitów, spadają na osady denne, z wysoką śmiertelnością w tym okresie w przypadku gąbek zakopanych pod osadem, co powoduje, że gemmule nie są w stanie wykluć się i przeżyć.

Według Frosta (1982) gąbki z larw wyprodukowanych drogą płciową mają mniejsze szanse na przetrwanie zimy.

Wzrost, regeneracja

W laboratorium, trzy do pięciu dni po rozpoczęciu formowania się kolonii przez agregację gemmuli, komórki S. lacustris tworzą zlewające się warstwy, które stopniowo tworzą błony. Jednocześnie gąbka tworzy kanały i pory oraz wydziela białko, które silnie wiąże ją z podłożem.

Dzięki komórkom totipotencjalnym gatunek ten wykazuje ważną zdolność do regeneracji swoich tkanek, która jednak maleje wraz z wiekiem osobników i powtarzaniem się procesu niszczenia / regeneracji (wraz ze wzrostem częstotliwości zmniejsza się również wielkość regenerowanych komórek i ich jądra) . wiek gąbki).

Struktura anatomiczna i organizacyjna

Gąbki nie przedstawiają dokładnego schematu anatomicznego ani nie są wcześniej ustalone, aw przeciwieństwie do wszystkich innych bezkręgowców (z wyjątkiem gąbek i parzydeł), które są triploblastyczne (organizacja w potrójnych warstwach) i podobnie jak wszystkie inne gąbki, gatunek ten jest „diploblastyczny” ( organizm złożony z dwóch warstw komórkowych).

Ściany korpusu składają się zatem z trzech warstw lub „warstw komórek”:

  1. zewnętrzna i ciągła warstwa (lub płatek) składająca się z zewnętrznej błony komórkowej („  ektodermy  ” lub „płatka ektoblastycznego”, której każda komórka jest pinakocytem ). W tej membranie otwierają się pory inhalacyjne, pozwalając gąbce oddychać i karmić;
  2. wewnętrzną membranę („endoderma” lub warstwa endoplastyczna) zbudowaną z wyspecjalizowanych komórek trawiennych („ choanocyty ”, które są wiciowate i które wraz z ruchami skurczu / rozszerzania umożliwiają gąbce cyrkulację wody i cząstek składników odżywczych , którymi się ona odżywia na.
  3. warstwa pośrednia z „  mesoglea  ” (galaretowata substancja zawierająca dwa inne rodzaje komórek).

Podstawowy szkielet jest miękki, niesymetryczny, charakterystyczny dla każdej gąbki i niestabilny. Składa się on z przeplatających drzazg i spongine (rogowej sprężystego włókna, które tworzy najbardziej z mezenchymy ). Na tym szkielecie są zorganizowane zewnętrzne komórki, które tworzą rodzaj skóry przekłutej mikroporami ( ujście ), podczas gdy wewnętrzne komórki są zorganizowane wokół systemu kanałów (bardziej złożonych niż w innych gąbkach).

W choanocyt małe sieci w formach „koszy drgań” połączony z otoczeniem zewnętrznym poprzez wiele kanałów prowadzących do oscula (rozproszone makroskopowy porów).

Inne otwory pozwalają wodzie przedostawać się do gąbki nieregularnie ułożonymi kanałami wodonośnymi, których układ przestrzenny zmienia się regularnie, a żywa gąbka nieustannie reorganizuje swoją wewnętrzną strukturę i szkielet.

Od dawna uważano, że tkanki komórek gąbki są ze sobą tylko bardzo przejściowo zamknięte lub że gąbki nie mają prawdziwego środowiska wewnętrznego, ponieważ środowisko (woda) może krążyć w ich ciele ”. Pomysł ten został ostatnio zakwestionowany przez wykazanie (na kulturach S. lacustris w laboratorium) istnienia polaryzacji elektrycznej nabłonka gąbki, pozwalającej w pewnym stopniu kontrolować przepływ substancji rozpuszczonych i utrzymywać środowisko wewnętrzne inne niż zewnętrzne, przynajmniej w słodkowodnych demogąbkach i prawdopodobnie w innych gatunkach gąbek. W związku z tym u tego gatunku i prawdopodobnie u innych istniałyby tkanki funkcjonalne.

Hibernacja i adaptacja do stresu chemicznego lub środowiskowego

Gatunek ten, podobnie jak inne gąbki słodkowodne, przechodzi przez fazy spoczynku i reaguje na stres zimowy (dzięki gemmulacji, czyli spokojnemu i odpornemu stadium gąbki, charakteryzującej się wysoką zawartością białka stresu Hsp70 ). Gemula łatwo przetrwa zimno przez 6 miesięcy, a unoszenie „reszty” są szybko: gemmules przechowywane w 8  ° C kiełkować w ciągu 24 godzin od temperatury wody podnosi się do 22,5  ° C . Według Zeuthena (1939), jeśli gemmule są utrzymywane w cieple zimą, ich faza hibernacji skraca się do około 13 dni. Autor opisuje fazę prehibernacji i fazę postibernacji charakteryzującą się zmianami ciśnienia osmotycznego w gąbce.

Ale gąbka może również (do pewnego stopnia) poradzić sobie z agresją chemiczną, zmniejszając swoją objętość; następnie ma tendencję do tworzenia kulek bogatszych w tkankę łączną i zubożonych w inne tkanki), w przypadku stresu środowiskowego, takiego jak ekspozycja na małą dawkę wybielacza (dawki obecne w wodzie wodociągowej i a fortiori w wodzie basenowej). Harrison, FW i Davis, DA (1982). Wzorce morfologiczne i cytochemiczne we wczesnych stadiach tworzenia ciał redukcyjnych u Spongilla lacustris (Porifera: Spongillidae). Transactions of the American Microscopical Society, 317-324 ( streszczenie i wyciąg .

Oddechowy

W choanocyt tych choanocytic komór stworzyć prądu przez bicie ich wici .
Niektóre gąbki są również animowane przez powolne ruchy rozszerzania się i kurczenia, które wywołują ruchy obserwowane u wyższych zwierząt podczas wdechu / wydechu powietrza lub wody. Do tlenu cząstki i żywności ( wiciowce , bakterie i różne drobne cząstki organiczne, ...) są ujęte w tych choanocyt . Kiedy występuje symbioza z algami, gąbka może również czerpać korzyści (w ciągu dnia) z wytwarzanego przez nią tlenu. Oddech występuje mniej lub bardziej rozproszony na gąbką.

Jedzenie, trawienie, wydalanie

Pożywienie  : Mało aktywna zimą, ta gąbka konsumuje większość swojego pożywienia wiosną i latem.
Żywi się cząstkami w zawiesinie ( bakterie , mikroplankton roślinny, zawieszone szczątki). Pożywienie uzyskuje się poprzez fagocytozę cząstek i / lub izotoniczną filtrację wody.

Trawienie  : Trasa, po której poruszają się cząsteczki pokarmu wewnątrz S. lacustris , została wyjaśniona w badaniach laboratoryjnych pod mikroskopem elektronowym , na przykład z próbek gąbki karmionych mikroalgami ( Chlamydomonas reinhardtii ).
Te glony zostały przechwycone przez wici z choanocyt lub w prosendopinacocytes i fagocytozie  ; następnie po pewnym czasie przenosiły się do archeocytów , amebocytów (lub amebocytów, które są komórkami ruchomymi) i lofocytów i trawione. Mikroskop pokazuje, że trawienie glonów rozpoczyna się od obkurczania się komórek, a następnie stopniowo rozpadają się ( liza ), tworząc kuliste zielone fragmenty o średnicy od 2 do 3 µm wysyłane do komórek falistych (końcowe trawienie wewnątrzkomórkowe w ektodermie lub endodermie ). Wszystko, co pozostaje z tych glonów po 12 do 18 godzinach, tylko czerwono-brązowe fragmenty.

Wydalanie  : Odpady metaboliczne są odprowadzane przez oskule najbliższymi kanałami.

Metabolizm, biosynteza

Część pierwiastków wchłanianych przez zwierzę (krzemionka) jest wykorzystywana do produkcji materiału, który nadaje charakterystyczną konsystencję gąbkom słodkowodnym. Pozostałe odpady metaboliczne są odprowadzane do wody, która je kąpie (w postaci amoniaku w przypadku odpadów azotowych) przez pory wydychane .

Gąbka ta może również wytwarzać izoformy aktyny , tak jak w innych gąbkach i prymitywnych kolagenach ( kolagenach o krótkich łańcuchach, podobnych do gąbczastych , „prawdopodobnie u źródła niefibrylarnych kolagenów” ), do produkcji których w 1994 r. Zidentyfikowano dwa geny w wodach słodkich. gąbka Ephydatia mülleri (COLNF8 i COLNF13).

Biochemia

Demosponges, aw szczególności S lacustris, zawierają pewne związki lipidowe zwane gąbczastymi  ; Manconi i in. (1988) wykryli i określili ilościowo związki sterolopodobne w gąbce S. lacustris i S. fluviatilis , głównie cholesterol .

Egzocytoza i wydalanie

Egzocytoza (uwalnianie cząsteczek do otoczenia zewnętrznego) i emisji wydzielania są przedstawione w kilku gatunkach gąbki, w tym na S. lacustris .

Mobilność, ruchy

Larwy są planktoniczne i ruchliwe.

W kolonialne osoby tego gatunku są niskie i powoli (kilka milimetrów dziennie, kilka centymetrów miesięcznie, na wewnętrznej reorganizacji ich struktury).

Chociaż pozornie bardzo prymitywne i wydają się niezorganizowane (widziane pod mikroskopem), komórki tego gatunku są zdolne do tworzenia kanałów, rurek, które są stale przestawiane. Wydaje się, że gąbka może (bardzo wolno) poruszać się i wykonywać ruchy skurczowe.

Gąbka nie ma ani mózgu, ani prawdziwego układu nerwowego, ale niektóre z jej „ruchów” wydają się wynikać ze względnie skoordynowanych zachowań, wydaje się, że wyspecjalizowane komórki funkcjonują podobnie jak w układzie nerwowym, emitując lub odbierając słabe chemo-elektryczne sygnały) i jak w prymitywnym układzie mięśniowym.

Mocowanie do podłoża

Gąbki te często znajdują się w cichych miejscach, ale mogą również wytrzymać stały, silny prąd. Ich stopa jest bezpiecznie przymocowana do twardego podłoża za pomocą „kolca”  ; jest to pierwsza część, która jest biosyntetyzowana przez gąbkę, kiedy tworzy nową kolonialną jednostkę. Ta „granica faz” z podłożem jest utworzona z biopolimeru, dla którego wykazano, że jest formą chityny chemicznie podobną do tej znajdowanej w niektórych gąbkach morskich. Ślady chityny zostały już wykryte (w latach 60.XX wieku przez Jeuniaux w wewnętrznej warstwie gemmulesów słodkowodnych gąbek), ale nigdy w szkieletach dorosłych gąbek słodkowodnych, wcześniej w 2013 roku odkryliśmy, że gąbka dorosłej gąbki jest również zrobione z tego. Międzynarodowe badanie, w którym powstało to odkrycie, wykazało również, że ta chityna jest typu alfa-chityny, znanej już u innych gatunków zwierząt, a nie beta-chityny.

Konkurencja

Wydaje się, że kolonie te są zdolne - tam, gdzie rosną - do eliminowania innych gatunków (glonów, bakterii) z podłoża lub, w przypadku małży zebra, pokrywają je całkowicie lub prawie całkowicie. Osobniki kolonialne emitują zapach, który jest często uważany za nieprzyjemny, a jedna z hipotez mówi, że mogą emitować substancje, które odstraszają potencjalnych drapieżników lub konkurentów dla podłoża.

Drapieżniki i zrównoważone interakcje

Ogólnie niewiele wiadomo o drapieżnikach słodkowodnych gąbek. Wydaje się, że gąbki krzemionkowe są unikane przez drapieżniki słodkowodne i oszczędzane przez ślimaki. Różni autorzy zauważyli, że wydzielają specyficzny (lekko ostry) zapach, który być może sprawia, że ​​są niesmaczne dla innych zwierząt. Możliwe, że ich drzazgi pełnią również rolę obronną.

Wydaje się jednak, że larwy owadów Neuroptera z rodziny Sisyridae są zdolne do odżywiania się komórkową zawartością gąbek słodkowodnych (i słodkowodnych Bryozoa).

Wydaje się, że larwy chruścików mogą żerować na gatunkach Spongilla

Wreszcie, jeśli gąbki zjadają bakterie, są również skolonizowane przez wiele bakterii, nawet przez symbionty lub algi oportunistyczne (co nadaje im zielony lub brązowo-zielony kolor).

Stan populacji, zagrożenia presją

Stan populacji gąbek słodkowodnych, zwłaszcza tych rzadszych, nie jest dobrze znany. Wiemy jednak, że pewne zanieczyszczenia wpływają na ich rozwój lub produkcję gemmulów lub je zabijają (niektóre pestycydy, biocydy i metale ciężkie).

Eksperymentalna ekspozycja na antybiotyk puromycynę wskazuje na całkowite ustanie produkcji kostnej lub przy bardzo małych dawkach nieprawidłowości w wytwarzaniu drzazg.
W laboratorium Ephydatia fluviatilis pochodzenia północnoamerykańskiego narażona na kadm i rtęć (od 1000 do 0,001 ppm w ciągu jednego miesiąca) wykazuje progresywną reakcję skorelowaną z tymi zanieczyszczeniami: kolonia przeżywa przy niskich dawkach (z normalnymi gemmules, gemmosclerate); wtedy nieco wyższe dawki powodują słabo gemmosklerotyczne gemmule i śmierć kolonii

Bioindykacja

Jako organizmy filtrujące i będące częścią zwykłej lub historycznej różnorodności biologicznej , gąbki są wrażliwe na środowisko i jakość wody (zasolenie, temperatura (która w niektórych gatunkach gąbki wpływa w szczególności na wielkość drzazg), zanieczyszczenie, poziom tlenu, mętność itp.) oraz wahania poziomów. Jednak żadna norma nie pozwala już na ich precyzyjne wykorzystanie do celów bioindykacji lub jako narzędzia diagnostyki środowiskowej.

Skamieniałe szczątki gąbek słodkowodnych (i prawdopodobnie ich jedynych drzazg ) mogą również dostarczyć informacji o głębokości i rodzaju paleomilieu warstwy archeologicznej lub o znaczeniu paleontologicznym lub limnologicznym . To nie zostało zrobione do samego końca XX th  wieku z powodu braku użytecznych repozytoriów paleolimnology , ale pracuje Systematyczny przegląd wykonano (przez Penney i Racek), który przyniósł kolejności systematyczne od spongillidés , który pozwoli tej wiedzy rozwijać.

Gatunki pokrewne

Uwagi i odniesienia

Odniesienia taksonomiczne

Inne uwagi i odniesienia

  1. Manconi i Pronzato, 2002 - Gąbki słodkowodne
  2. Brauer, EB i McKanna, JA (1978). Kurczliwe wakuole w komórkach gąbki słodkowodnej Spongilla lacustris. Badania komórek i tkanek, 192 (2), 309-317 ( streszczenie )
  3. Brauer EB (1975). Osmoregulacja w gąbce słodkowodnej Spongilla lacustris. Journal of Experimental Zoology, 192 (2), 181-192 ( streszczenie ).
  4. Jamdade RA i Deshpande VY (2014) Słodkowodna fauna gąbczasta (Porifera: Spongillidae) z regionu Satara w zachodnich Ghatach, Indie , Postępy Badań Stosowanych, 2014, 5 (2): 347-352; ( ISSN  0976-8610 )  ; PDF, 6 stron
  5. Arkusz danych Spongilla lacustris (Linnaeus, 1758) ( „Status zagrożenia Europa: nie oceniono (IUCN)” ), konsultowano 03.06.2014
  6. Frost TM De Nagy, GS, i Gilbert, JJ (1982). Dynamika populacji i biomasa stojąca słodkowodnej gąbki Spongilla lacustris . Ecology, 1203-1210 ( streszczenie )
  7. Szuch, EJ, Studier EH i Sullivan Jr RB (1978) Związek między czasem trwania światła a zużyciem tlenu w zielonej, słodkowodnej gąbce Spongilla lacustris . Biochemia porównawcza i fizjologia, część A: fizjologia, 60 (2), 221-223.
  8. Sand-Jensen K i Pedersen MF (1994) Spongilla lacustris . Limnol. Oceanogr, 39 (3), 551-561 (PDF, 11 stron).
  9. Gilbert JJ, Simpson TL (1976) Polimorfizm Gemmule w słodkowodnej gąbce Spongilla lacustris. Arch Hydrobiol 78: 268–277.
  10. Miller SA (1964) Wpływ glonów symbiotycznych na wzrost Spongilla lacustris (rozprawa doktorska Uniwersytetu Waszyngtońskiego).
  11. Gernert C, Glöckner FO, Krohne G, Hentschel U (2005) Mikrobiologiczne zróżnicowanie słodkowodnej gąbki Spongilla lacustris. Microb Ecol 50: 206–212. doi: 10.1007 / s00248-004-0172-x
  12. Saller U (1989) mikroskopowe aspekty na symbiozę nadecznik stawowy (porifera, Spongillidae) i zielonych alg . Zoomorphology, 108 (5), 291-296 ( fragment i streszczenie ).
  13. Williamson CE i GL (1979) Life-cykle lotic populacji nadecznik stawowy i fragilis Eunapios (Porifera: Spongillidae) . Freshwater Biology, 9 (6), 543-553 ( streszczenie ).
  14. Gugel J (2001) Cykle życiowe i interakcje ekologiczne gąbek słodkowodnych (Porifera, Spongillidae) w Renie w Niemczech . Limnologica-Ecology and Management of Inland Waters, 31 (3), 185-198 ( streszczenie ).
  15. Frost TM (1976) badań nad aufwuchs słodkowodnych gąbki. I. Porównanie ilościowe powierzchni Spongilla lacustris i trzech wodnych makrofitów . Hydrobiologia, 50 (2), 145–149.
  16. Simpson TL i Gilbert JJ (1973) Gemmulacja, wylęganie gemmulów i rozmnażanie płciowe w gąbkach słodkowodnych I. Cykl życiowy Spongilla lacustris i Tubella pennsylvanica . Transactions of the American Microscopical Society, 422-433 ( streszczenie ).
  17. Gilbert JJ, Simpson TL i de Nagy GS (1975) Eksperymenty polowe nad produkcją jaj w słodkowodnej gąbce Spongilla lacustris . Hydrobiologia, 46 (1), 17-27 ( wyciąg i podsumowanie )
  18. Jørgensen CB (1946) Na gemmule Spongilla lacustris auct. wraz z uwagami na temat taksonomii gatunku . Vid Medd Dansk Nat Foren 109: 69–79.
  19. Gilbert JJ, Simpson TL (1976) Polimorfizm Gemmule w słodkowodnej gąbce Spongilla lacustris . Arch Hydrobiol 78: 268–277 ( streszczenie ).
  20. Wilkinson CR (1980) Przemieszczanie składników odżywczych z symbiontów zielonych alg do słodkowodnej gąbki Ephydatia fluviatilis. Hydrobiologia 75: 241–250. doi: 10.1007 / bf00006488 ( podsumowanie )
  21. Purchas, H., Richoux, P., Bournaud, M. i Usseglio-Polatera, P. (2010). Bezkręgowce słodkowodne: systematyka, biologia, ekologia (tom 15). Paryż: éditions CNRS.
  22. Saller U i Weissenfels N (1985) Rozwój Spongilla lacustris od oocytu do wolnej larwy (Porifera, Spongillidae) . Zoomorphology, 105 (6), 367-374 ( wyciąg i streszczenie ).
  23. Adams ED, Goss GG & Leys SP (2010) Gąbki słodkowodne mają funkcjonalne, uszczelniające nabłonki o wysokiej oporności przeznabłonkowej i ujemnym potencjale przeznabłonkowym . PLoS One, 5 (11), e15040.
  24. Brondsted HV (1953) The Ability to Differentiate, and the Size of Regenerated Cells, po wielokrotnej regeneracji w Spongilla lacustris  ; Quarterly Journal of Microscopical Science, 3 (26), 177-184
  25. De Vos, L. i Van de Vyver, G. (1981). Badanie spontanicznego skurczu gąbki słodkowodnej Ephydatia fluviatilis hodowanej in vitro . W Annals of the Royal Zoological Society of Belgium (tom 111, nr 1-4, str.  21-31 ). Królewskie Towarzystwo Zoologiczne Belgii.
  26. Green CR, Bergquist PR (1979) specjalizacje błony komórkowej w Porifera . Colloq Int Cent Natl Rech Sci, Sponge Biology 291: 153–158.
  27. Magie C, Martindale MQ (2008) Cell-cell adhesion in the Cnidaria: Insights into ewolucji morfogenezy tkanki . Biol Bull 214: 218–232 ( „Copyright: © 2010 Adams et al. Jest to ogólnodostępny artykuł rozpowszechniany na warunkach licencji Creative Commons Attribution License , która zezwala na nieograniczone użytkowanie, dystrybucję i powielanie na dowolnym nośniku, pod warunkiem wymieniony jest oryginalny autor i źródło »
  28. Cereijido M, Contreras RG, Shoshani L (2004) Cell adhesion , polarity , and epithelia in the dawn of metazoans . Physiol Rev 84: 1229–1262.
  29. Simpson, TL i Fell, PE (1974). Uśpienie wśród Porifera: tworzenie się gemmule i kiełkowanie w gąbkach słodkowodnych i morskich . Transactions of the American Microscopical Society, 544-577.
  30. Schill RO, Pfannkuchen M, FritzG, Köhler HR & Brümmer F (2006) Quiescent gemmules of the freshwater sponge, Spongilla lacustris (Linnaeus, 1759), zawierają niezwykle wysokie poziomy białka stresu Hsp70 i mRNA genu stresu hsp70 . Journal of Experimental Zoology Part A: Comparative Experimental Biology, 305 (5), 449-457 ( streszczenie ).
  31. Zeuthen E (1939) Na hibernacji nadecznik stawowy (L.) . Zeitschrift für vergleichende Physiologie, 26 (4), 537-547 ( streszczenie i wyciąg )
  32. Francis JC i Poirrier MA (1986) Wychwyt cząstek przez dwa gatunki słodkowodnych gąbek, Ephydatia fluviatilis i Spongilla alba (Porifera: Spongillidae) . Transactions of the American Microscopical Society, 11–20.
  33. Wachtmann D, Stockem W i Weissenfels N (1990) Organizacja cytoszkieletu i transport organelli komórkowych w podstawowych komórkach nabłonka słodkowodnej gąbki Spongilla lacustris. Cell and Tissue Research, 261 (1), 145-154 ( streszczenie i wyciąg ).
  34. Ducy P (1993) Badania izoform aktyny w gąbce Ephydata mülleri Lieb. Demonstracja, częściowa charakterystyka i ekspresja w trakcie opracowywania (rozprawa doktorska).
  35. Wang-Lu Q (1994) Pochodzenie niefibrylarnych kolagenów: charakterystyka prymitywnych genów kolagenu w gąbczastej Ephydatia mülleri (rozprawa doktorska), 134 str.
  36. Hu, JM, Zhao, YX, Chen, JJ, Miao, ZH i Zhou, J. (2009). Nowy Spongilipid ze Słodkowodnej Gąbki Spongilla lacustris . ChemInform, 40 (39), t.
  37. Dembitsky, VM, Rezanka, T. i Srebnik, M. (2003). Związki lipidowe gąbek słodkowodnych: rodzina Spongillidae, klasa Demospongiae . Chemia i fizyka lipidów, 123 (2), 117-155.
  38. Manconi, R., Piccialli, V., Pronzato, R., & Sica, D. (1988). Sterydy zawarte w porifera, sterole z gąbek słodkowodnych Ephydatia fluviatilis (L.) i Spongilla lacustris (L.) . Biochemia porównawcza i fizjologia, część B: Biochemia porównawcza, 91 (2), 237-245 ( streszczenie ).
  39. Imsiecke, G. (1993). Spożycie, trawienie i wydalanie u Spongilla lacustris (Porifera, Spongillidae) po karmieniu pulsacyjnym Chlamydomonas reinhardtii (Volvocales). Zoomorphology, 113 (4), 233-244 ( streszczenie )
  40. Gaino E. i Burlando B. (1990). Ruchliwość komórek gąbki: modelowy system do badania procesów morfogenetycznych. Italian Journal of Zoology, 57 (2), 109-118 ( streszczenie )
  41. Bond, C. i Harris, AK (1988). Lokomocja gąbek i jej mechanizm fizyczny. J. Exp. Zool. 246 271 -284. Podsumowanie na Medline
  42. Kilian, EF i Wintermann-Kilian, G. (1979). Ruch i kurczenie się komórek u Spongilla lacustris i Ephydatia fluviatilis. W biologii gąbek. Wydania CNRS , t. 291 (red. C. Lévi i N. Boury-Esnault), str.  137-144 . Paryż: CNRS
  43. Leys SP i Mackie GO (1999) Propagowane impulsy elektryczne w gąbce . Podobnie. Queensland Mus. 4430,342
  44. Leys, SP, Mackie, GO i Meech, RW (1999). Przewodzenie impulsów w gąbce. J. Exp. Biol. 202.1139-1150. Abstrakcyjny
  45. Belikov D., Bazhenov VV i Wörheide G (2013) Pierwszy raport na temat chitynowego zatrzymywania w gąbkach (Porifera) . Proc. R. Soc. B 2013 280, 20130339, opublikowano 15 maja 2013 ( podsumowanie )
  46. Ehrlich H, Kaluzhnaya OV, Brunner E, Tsurkan MV, Ereskovsky A, Ilan M ... & Wörheide G (2013) Identyfikacja i pierwsze wgląd w strukturę i biosyntezę chityny ze słodkowodnej gąbki Spongilla lacustris . Journal of Structure biology, 183 (3), 474–483.
  47. Jeuniaux C (1963) Chityna i chitynoliza: a Chapter of Molecular Biology , Masson et C ie , Paryż
  48. Spongilla, na DORIS
  49. Rozenfeld F (1980) Wpływ puromycyny na różnicowanie gąbki słodkowodnej: Ephydatia fluviatilis . Zróżnicowanie, 17 (1), 193-198 ( podsumowanie )
  50. Wpływ kadmu i rtęci na tworzenie się gemmulów i morfologię gemmosclere u Ephydatia fluviatilis (Porifera: Spongillidae); Revue Hydrobiologia Éd; Springer Netherlands; ( ISSN  0018-8158 ) (Druk) 1573-5117 (Online, środa, 3 listopada 2004); Tom 76, n o  1-2 / stycznia 1981 roku; DOI: 10.1007 / BF00014045; Strony 145-148
  51. Simpson TL (1978) Biologia morskiej gąbki Microciona prolifera (Ellis i Solander) . III. Wydzielanie drzazg i wpływ temperatury na wielkość drzazg. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 35 (1), 31–42.
  52. Harrison FW (1988) Wykorzystanie gąbek słodkowodnych w badaniach paleolimnologicznych. Palaeogeography, Palaeoclimatology, Palaeoecology, 62 (1), 387-397. ( Streszczenie )

Zobacz też

Powiązane artykuły

Linki zewnętrzne

Bibliografia