Mozaiki kalafiora wirus (CaMV skrót od wirusa mozaiki kalafiora ) jest gatunkiem wirusów roślinnych rodziny Caulimoviridae .
Jest typowym przedstawicielem Caulimovirus , jednego z sześciu rodzajów rodziny Caulimoviridae , pararetrowirusów, które infekują rośliny . Pararetrowirusy to grupa parafiletyczna oznaczająca wirusy, które replikują się przez odwrotną transkryptazę, podobnie jak retrowirusy . Ta grupa obejmuje wirus zapalenia wątroby typu B, a także badnawirusy . Jednak cząsteczki wirusa nie zawierają RNA, jak retrowirusy (np. HIV), ale zawierają DNA . CaMV należy do grupy VII (pararetrowirus dwuniciowego DNA) klasyfikacji Baltimore .
CaMV infekuje głównie rośliny należące do rodziny Brassicaceae, takie jak Arabidopsis thaliana i niektóre Solanaceae . Wirus ten powoduje choroby objawiające się objawami typu „ mozaika ” lub „plamistość” na liściach wielu roślin krzyżowych , zwłaszcza Brassica campestris i Brassica oleracea .
Jest przenoszony przez mszyce w trybie niekrążącym, tj. Wirus pozostaje przyczepiony do akrostylu mszycy (Uzest i in., 2007; Uzest i in., 2010) bez cząsteczek nie musi wchodzić w interakcje z hemocoelem, aby być przenoszone z rośliny na roślinę.
CaMV charakteryzuje się genomem upakowanym w postaci kolistego dwuniciowego DNA o około 8000 par zasad i zawierającym siedem otwartych ramek odczytu (ORF).
Po wejściu do komórki gospodarza wirusowe DNA jest przechowywane w postaci minichromosomu, a komórkowa polimeraza RNA II syntetyzuje dwa główne transkrypty zwane 35S i 19S. Monocistronowy mRNA 19S koduje wirusowe białko P6 oraz policistronowy i pregenomowy mRNA 35S kodujący wszystkie białka wirusowe. MRNA są transportowane w cytoplazmie, 19S mRNA ulega translacji do białka P6, biorącego udział w translacji policyklistronowej nici 35S mRNA (Leh i wsp., 2000; Park i wsp., 2001; Bureau i wsp., 2004), która produkuje wszystkie inne białka wirusowe. Spośród tych białek, odwrotna transkryptaza będzie wykorzystywać RNA 35S jako matrycę dla odwrotnej transkryptazy wirusowej w celu zsyntetyzowania nowego dwuniciowego DNA, który zostanie zapakowany w nowe kapsydy wirusowe. Synteza białek, odwrotna transkrypcja i pakowanie zachodzą zatem w „fabrykach wirusów”, których główną matrycą jest białko P6 (mówimy o gęstych ciałach inkluzyjnych). Co więcej, dwa białka wirusowe (kodowane przez ORF2 i ORF3, odpowiednio białka P2 i P3), po ekspresji w gęstych ciałach inkluzyjnych, migrują do „ciałek przenoszących” (zwanych także przezroczystymi ciałami inkluzyjnymi) (Martiniere et al., 2009 ). Aby zakończyć cykl życiowy, nowo utworzone cząsteczki wirusa migrują do sąsiednich komórek poprzez plazmodesmy i do innych liści poprzez łyko.
Białko P1 (40KDa, pI 7,5) jest białkiem ruchu (MP), bierze udział w ruchu między komórkami i oddziałuje z plazmodesmami, tworząc wewnątrz kanaliki (Perbal i wsp., 1993). Tworzenie tych kanalików prawdopodobnie odbywa się za pomocą białka komórkowego. MP CaMV oddziałuje in vivo z białkiem z rodziny Rab, które odgrywa rolę w transporcie pęcherzykowym, mutacje w MP, które znoszą interakcję, powodują, że wirus jest niezakaźny (Huang i wsp., 2001). MP z CaMV oddziałują z pektynowo-metylosterazą związaną z podwójną hybrydową ścianą komórkową, a zniesienie tej interakcji prowadzi do niepowodzenia infekcji (Chen i wsp., 2000).
Białko P2 (18KDa, pI 10,3) jest syntetyzowane w gęstych ciałach inkluzyjnych przed szybkim eksportem do klarownych ciałek inkluzyjnych, których jest głównym składnikiem (Espinoza i wsp., 1991; Martiniere i wsp., 2009). P2 oddziałuje z mikrotubulami (Blanc et al., 1996) i odgrywa rolę w przenoszeniu wirusa przez mszyce, służy jako łącznik („hipoteza pomostowa”) między przenośnym kompleksem wirusowym (tj. Związanym z białkiem P3, Leh et al. ., 1999) i sztyfty mszyc (Drucker i in., 2002; Uzest i in., 2007).
Białko P3 (15KDa, pI 10,8) znajduje się w gęstych, a następnie klarownych ciałach inkluzyjnych i uczestniczy w zakaźnym kompleksie. P3, pomniejsze i niestrukturalne białko kapsydu, oddziałuje z białkiem kapsydu P4 i białkiem P2, tworząc zakaźny kompleks (Leh i wsp., 2001). P3 ma dwie odrębne aktywności na końcu N i C, domeny te są niezbędne do infekcji systemowej rośliny żywiciela i nie mogą być zastąpione podobnymi domenami z innych Caulimowirusów. Region N-końcowy ma domenę „zwiniętej spirali” tworzącą tetramer (Leclerc i wsp., 1998), ale wydaje się, że forma biologiczna in planta jest w antyrównoległym dimerze (Uzest i wsp., 2010). Region C-końcowy ma sekwencję bogatą w prolinę, wykazującą silne powinowactwo do dwuniciowego DNA (Mougeot i wsp., 1993).
Białko kapsydu (P4) ulega translacji do postaci prekursorowej 56KDa (pI 5,1). Następnie jest rozszczepiany przez część proteazową odwrotnej transkryptazy wirusowej (P5) z wytworzeniem białek o wielkości 42, 39 i 37 kDa (odpowiednio pI 9,4; 9,9 i 10,1), które tworzą kapsyd. Centralny region białka jest wystarczający do autoagregacji P4 in vitro (Chapdelaine i Hohn, 1998). Białka kapsydu o masie 42 i 39 kDa (odpowiednio CP42 i CP39) mają domenę palca cynkowego w części C-końcowej, która umożliwia wiązanie z wirusowym RNA. Znaleziono część C-końcową, jak również N-końcową część CP44 seryny, która może być fosforylowana przez kinazę kazeinową II gospodarza, a mutacja tych miejsc znosi infekcję (Chapdelaine et al., 2002; Champagne et al. .., 2007). W regionie N-końcowym CP44 białko ma w szczególności region zawierający motyw PEST, na który ukierunkowany jest proteasom gospodarza (Karsies i wsp., 2001).
Białko P5 to wielofunkcyjne białko o masie 78 kDa, niezbędne do replikacji wirusa. Region N-końcowy niesie proteinazę kwasu asparaginowego (22,8KDa, pI 8,3), która jest uwalniana przez samorozszczepienie (Torruella i wsp., 1989). Końcowa część C składa się z odwrotnej transkryptazy (56KDa, pI 9,9) i RNAzy H. Odwrotna transkryptaza CaMV wykorzystuje, podobnie jak wszystkie pararetrowirusy, cytoplazmatyczne tRNA jako starter do syntezy ujemnej nici DNA utworzonego z 35S RNA . Podczas syntezy DNA RNaza H degraduje nić matrycowego RNA pozostawiając starter do syntezy dodatniej nici DNA. P5 to białko wykazujące silne podobieństwo do RT wirusów zwierzęcych, takich jak wirusowe zapalenie wątroby typu B czy HIV, na które mamy wiele wskazań. Umożliwiło to zidentyfikowanie związku między wirusem zapalenia wątroby typu B RT i białkiem Hsp 90 (Hu i wsp., 2004) znalezionym w Arabidopsis.
Białko P6 (62KDa, pI 9.2) jest wielofunkcyjnym białkiem, zwanym również TAV (transaktywator translacji / wiroplazmina). Jest głównym składnikiem gęstych ciałek inkluzyjnych i najobficiej występującym białkiem w zakażonych komórkach. P6 wiąże się z białkami eIF3, eIF4 oraz z podjednostkami L24, L18 i L13 rybosomu 60S i poprzez strefy miniTAV (Leh i wsp., 2000; Park i wsp., 2001; Bureau i wsp., 2004) i przez jego strefa MBD (wiele domen wiążących białka) (Ryabova et al., 2004). Oprócz interwencji w trans-aktywację translacji RNA 35S, wiązania te umożliwiają mechanizm „ponownej inicjacji translacji” policistronowego RNA 35S (Ryabova i wsp., 2004). P6 bierze również udział w mechanizmie „przecieku rybosomów”, który jest niezbędny dla infekcji (Pooggin i wsp., 2000; Pooggin i wsp., 2001). „Bocznik rybosomowy” jest mechanizmem inicjacji translacji, w którym rybosomy fizycznie omijają części UTR 5 ', aby bezpośrednio dotrzeć do kodonu początkowego, w celu uniknięcia skanowania małych ORF (krótkich ORF), jak również struktur. Bierze również udział w determinizmie spektrum gospodarza i nasileniu objawów (Schoelz i wsp., 1986). P6 posiada NLS, które pozwalają mu wnikać do jądra, mutacja tych domen znosi infekcję, bez zmiany transaktywacji translacji (Haas et al., 2008). Podczas infekcji CaMV poddaje się wyciszaniu gospodarza (Al-Kaff i wsp., 1998), które jest skierowane głównie do promotora 35S wirusowego RNA (Moissiard i Voinnet, 2006). P6 działa również jako supresor wyciszający RNA (Love i wsp., 2007), wiążąc się z białkiem DRB4, o którym wiadomo, że ułatwia pracę Dicer DCL4 (Haas i wsp., 2008).
Produkt ORF7 nigdy nie został znaleziony w planta i dlatego jego funkcja pozostaje dziś nieznana (Wurch et al., 1990).
Promotory genu CaMV 35S obecne w wirusie są często wykorzystywane w inżynierii genetycznej w celu zapewnienia ekspresji nowego materiału genetycznego w zmodyfikowanej komórce. Chociaż promotory pochodzą z fitowirusa, są odczytywane przez polimerazy RNA II z wielu różnych organizmów, w tym Escherichia coli , grzybów, a także komórek zwierzęcych i ludzkich.
W ten sposób można określić, czy organizm, żywność lub produkt zawiera organizmy zmodyfikowane genetycznie , poprzez wykrycie obecności tych promotorów w materiale genetycznym próbki.